Vai trò của thận và hệ tiêu hoá trong điều hoà nồng độ calci nội môi

Hệ tiêu hóa

Hệ tiêu hóa duy trì sự cân bằng canxi và phốt pho bằng cách hấp thụ chính qua đường ăn uống, được thay đổi bởi PTH và vitamin D. Tại đây, canxi được hấp thụ theo hai cơ chế chính: nội bào thông qua các điểm nối chặt chẽ, được điều chỉnh bởi một họ protein màng gọi là claudin, và chuyển tiếp xuyên tế bào. Quá trình chuyển tiếp qua tế bào diễn ra tương tự ở cả biểu mô ruột và tế bào ống thận.

Về cơ chế tế bào, động lực là thông qua các trọng lượng điện hóa, với canxi di chuyển theo cơ chế thụ động qua các điểm nối chặt chẽ. Điều này được điều chỉnh một phần và tăng lên bởi 1,25-OH VitD3 và xảy ra dọc theo toàn bộ đường ruột. Cơ chế vận chuyển tích cực xảy ra qua các tế bào biểu mô phức tạp hơn nhiều và chủ yếu xảy ra ở tá tràng và hỗng tràng. Tại đây, sự xâm nhập tế bào được thực hiện qua trung gian TRPV5 (vanilloid 5 có tiềm năng thụ thể nhất thời) hoặc các kênh canxi TRVP6 trên bề mặt đỉnh, các kênh này bị ảnh hưởng nhiều bởi nồng độ vitamin D hoạt động để tăng sự xâm nhập tế bào. Hầu hết các nghiên cứu cho thấy TRPV6 biểu hiện chủ yếu ở tá tràng và hỗng tràng [15]. Sau khi xâm nhập vào tế bào, các ion canxi cần được chuyển đến màng đáy. Các ion canxi có thể được liên kết với các protein liên kết canxi, được gọi là calbindin, hoặc được bao bọc trong các túi để được vận chuyển khắp bào tương. Trước khi vận chuyển tiểu bào, canxi liên kết với calmodulin, một loại protein liên kết với myosin. Sau khi liên kết, canxi được đóng gói trong các túi và di chuyển qua tế bào chất thông qua một mạng lưới vi ống. Vitamin D hoạt hóa cũng làm tăng tổng hợp calmodulin ở nhân giúp tăng vận chuyển tế bào. Sau khi đạt đến mặt cơ bản của tế bào, canxi được đẩy ra qua NCX1 (chất trao đổi natri-canxi) hoặc chất trao đổi phụ thuộc ATP, PMCA1b. Bộ trao đổi NCX1 di chuyển ba phân tử natri trong nội bào để đổi lấy sự đùn ra một phân tử canxi [2, 15]. Tương tự như hấp thu canxi, photphat được hấp thu ở mức độ lớn nhất ở tá tràng và hỗng tràng. Như đã đề cập trước đây, điều này được điều chỉnh bởi các chất vận chuyển NaPi 2b theo kiểu xuyên tế bào, chúng được điều chỉnh bởi cả mức độ vitamin D hoạt động tăng lên và sự tiêu hóa phosphat tăng lên [2].

Thận

Thận đóng một vai trò quan trọng trong việc tái hấp thu cả canxi và phốt pho dọc theo chiều dài của ống thận (Bảng 1.2). Ở đây, khoảng 8 g canxi được lọc mỗi ngày, với hơn 98% được tái hấp thu từ dịch lọc. Cũng như phốt pho, phần lớn canxi được tái hấp thu ở ống lượn gần và ước tính chiếm khoảng 70% tổng lượng canxi tái hấp thu. Phần lớn đây là cơ chế thụ động, bán tế bào, mặc dù một số có thể xảy ra thông qua cơ chế xuyên tế bào với cơ chế tế bào tương tự như mô tả trong ruột. PTH có tác động lên ống lượn gần để tăng tái hấp thu canxi tại đây.

Di chuyển dọc theo nephron, cần lưu ý rằng không có sự tái hấp thu calci có ý nghĩa dọc theo quai Henle. Tại nhánh lên của Henle, quá trình tái hấp thu canxi bắt đầu trở lại – điều này chiếm khoảng 20% ​​tổng lượng tái hấp thu canxi và chủ yếu là ở nội bào. Một cân nhắc quan trọng ở đây là sự phát triển của một gradien điện hóa qua ống dẫn về phía kẽ bởi kênh natri kali 2-clorua (NKCC2) và kênh kali ngoài tủy thận (ROMK). Kênh NKCC2, mục tiêu của thuốc lợi tiểu quai, có chức năng tái hấp thu một natri, một kali và hai ion clorua. Xét riêng thì, các ion này sẽ được coi là điện tử. Tuy nhiên, kênh ROMK là một kênh kali chỉnh lưu bên ngoài cho phép một ion kali truyền trở lại lòng mạch. Điều này tạo ra tổng thể điện tích dương, với điện tích âm xuyên qua màng tế bào đến kẽ. Thế hệ gradient điện hóa này thúc đẩy quá trình tái hấp thu ion tích điện dương, cụ thể là canxi và magiê, thông qua con đường nội bào. Sự điều tiết ở đây được tăng cường bởi CaSR, được tìm thấy trên màng đáy. Với mức tăng canxi ở mặt bên, sự tái hấp thu canxi và magiê bị chậm lại ở nhánh lên của quai Henle bằng cách điều chỉnh sự biểu hiện của claudin trong các điểm nối chặt chẽ [2, 15]. PTH cũng có thể hoạt động ở đây để tăng hấp thu qua tế bào, tương tự như các hoạt động ở ống lượn gần.

Tuy nhiên, ống lượn xa và ống góp chủ yếu điều chỉnh sự tái hấp thu canxi qua con đường hoạt động, xuyên tế bào và chiếm khoảng 15% tổng lượng tái hấp thu [15]. Tại đây, quá trình vận chuyển tích cực lặp lại quá trình tương tự như ở các tế bào biểu mô trong ruột. Một lần nữa, chất vận chuyển đỉnh hoạt động là của TRPV, chủ yếu là TRPV5, vận chuyển canxi theo gradient điện hóa của nó và được kích hoạt bởi Klotho. Quá trình vận chuyển tương tự trong tế bào cũng xảy ra, và các kênh canxi phụ thuộc NCX1 và ATP tồn tại trên màng đáy để đẩy canxi từ tế bào ống vào máu. TRPV5 và TRPV6 đều làm tăng hoạt động với sự kích thích thông qua vitamin D và PTH tích cực, do đó làm tăng vận chuyển canxi qua gradient tế bào [15, 16]. Ngoài ra, vitamin D hoạt động, cũng như trong ruột, làm tăng sao chép các cơ chế vận chuyển trong tế bào để tăng khả năng vận chuyển canxi [12, 15].

Bảng 1.2. Vận chuyển canxi và phốt pho trong các phân đoạn ống thận

CA LÂM SÀNG

Ca lâm sàng số 1. Một phụ nữ 45 tuổi mắc bệnh Crohn có biểu hiện tiêu chảy dai dẳng. Đánh giá ban đầu cho thấy dấu hiệu suy giảm thể tích với hạ huyết áp thế đứng và xét nghiệm có tình trạng suy thận cấp.

Xét nghiệm: Natri 135 mEq/L; kali 5,3 mEq/L; clorua 118 mEq/L; bicacbonat 7 mEq/L; creatinin 2,0 mg/dL; canxi toàn phần 6,8 mg/dL; và albumin 3,0 g/dL. Bệnh nhân bị toan máu với pH huyết thanh là 7,2.

Khi tiếp cận bệnh nhân này, bước đầu tiên là đánh giá mức canxi điều chỉnh cho albumin. Điều này có thể được thực hiện bằng cách sử dụng công thức sau:

Canxi hiệu chỉnh = tổng lượng canxi huyết thanh đo được + 0,8 [4 – albumin tính bằng g/dL]

Tổng lượng canxi huyết thanh đã hiệu chỉnh của bệnh nhân là 7,6 mg/dL, vẫn thấp hơn mức bình thường là 8,5–10,5 mg/dL. Có thể có một số cơ chế bù trừ đang hoạt động để chống lại tình trạng hạ calci huyết. Nguyên nhân của việc thiếu canxi có thể là do giảm lượng canxi do bệnh tật nhưng có nhiều khả năng thứ phát là do kém hấp thu mãn tính và phân mỡ dẫn đến thiếu vitamin D và giảm hấp thu ở ruột. Chúng tôi kỳ vọng PTH tăng cao sẽ hoạt động để (1) tăng hoạt động tạo xương ở da để giải phóng canxi có hoạt tính sinh lý, (2) tăng tái hấp thu canxi ở ống lượn gần và nhánh lên quai Henle của nephron, và (3 ) tăng hoạt động của 1-alpha hydroxylase trong ống lượn gần để tăng phiên bản 25-OH VitD3 thành 1,25-OH VitD3.

Vì bệnh nhân bị nhiễm toan (nhiễm toan chuyển hóa khoảng trống anion bình thường), cần phải mở rộng thể tích bằng dung dịch chứa bicarbonat để bù đắp lượng bicarbonat mất đi do tiêu chảy. Tuy nhiên, cần hết sức thận trọng khi điều chỉnh tình trạng nhiễm toan của bệnh nhân này bằng dung dịch bicarbonate vì liệu pháp kiềm sẽ giải phóng albumin tích điện âm dẫn đến tăng liên kết canxi với albumin. Tổng lượng canxi của bệnh nhân sẽ không bị ảnh hưởng, nhưng lượng canxi tự do sẽ giảm. Vì đây là dạng canxi hoạt động sinh lý, bệnh nhân sẽ trở nên có triệu chứng.

Ca lâm sàng số 2. Một bệnh nhân nam 54 tuổi bị bệnh thận mãn tính giai đoạn 3b (eGFR là 42 ml/phút/1,73m [2]) với kết quả xét nghiệm như sau: tổng lượng canxi: 8,7 mg/dL; phốt pho 4,9; và albumin là 4,0 g/dL.

Giả sử bệnh nhân ăn một chế độ ăn kiêng với lượng canxi hàng ngày là 1200 mg mỗi ngày và lượng phốt pho hàng ngày là 1600 mg. Bệnh nhân này đã mất hơn 50% chức năng của nephron, và vì bệnh nhân không điều chỉnh lượng phốt pho hấp thụ, anh ta sẽ cần phải tăng phosphat niệu đơn lẻ của nephron để khôi phục cân bằng nội môi phốt pho. Thuốc điều chỉnh nội tiết tố chính của mức phốt pho huyết thanh là FGF-23. Với sự không phù hợp giữa lượng phốt pho đưa vào và đầu ra, FGF-23 tăng cao, làm tăng phosphat niệu bằng cách giảm biểu hiện chất vận chuyển NaPi 2a và NaPi 2c ở ống lượn gần trong thận. Ngoài ra, FGF-23 làm giảm hoạt động của 1-alpha hydroxylase, giảm chuyển đổi 25-OH VitD3 thành 1,25-OH VitD3 và làm giảm sự hấp thụ phốt phát trong ruột chủ yếu bằng cách giảm chất vận chuyển NaPi 2b. Điều này có một hậu quả khác là làm giảm sự hấp thụ canxi trong ruột. Cuối cùng, FGF23 làm tăng hoạt động 24-alpha hydroxylase để tăng phiên bản trong thận thành chất chuyển hóa vitamin D không hoạt động, 24,25-OH vitamin D (Hình 1.2).

Ca lâm sàng số 3. Một phụ nữ 76 tuổi đến bệnh viện trong tình trạng co cứng cơ, mệt mỏi và khó thở nhẹ. Phốt pho trong huyết thanh của cô là 1,5 mg/dL. Đội ngũ y tế của cô tin rằng nguyên nhân khiến cô bị giảm phốt phát trong máu là do giảm lượng ăn vào; điều này được xác minh bằng sự bài tiết phân đoạn thấp của photphat, được tính là 3%.

Có một số cơ chế nội tiết tố làm giảm bài tiết phosphat qua nước tiểu trong môi trường này. Trong trường hợp giảm phốt pho trong chế độ ăn, cả FGF23 và PTH đều được điều chỉnh giảm. Việc giảm FGF23 sẽ làm tăng chất vận chuyển NaPi 2a và NaPi 2c ở bề mặt tế bào ống lượn gần, tăng tái hấp thu phospho ở ống lượn gần, do đó làm giảm bài tiết phospho qua nước tiểu. Tuy nhiên, cơ chế này thường khá hiệu quả trong việc ngăn ngừa giảm phosphate huyết sâu, và các nguyên nhân khác cần được kiểm tra ở bệnh nhân này.

Ths.Bs. Lê Đình Sáng, Khoa Nội tiết Bệnh viện Hữu nghị Đa khoa Nghệ An

TÀI LIỆU THAM KHẢO

1. Hall JE, Guyton A. Guyton and hall textbook of medical physiology. Philadelphia: Saunders/Elsevier; 2011.
2. Blaine J, Chonchol M, Levi M. Renal control of calcium, phosphate, and magnesium homeostasis. Clin J Am Soc Nephrol. 2014;10(7):1257–72. https://doi.org/10.2215/cjn.09750913.
3. Wongdee K, Rodrat M, Teerapornpuntakit J, Krishnamra N, Charoenphandhu N. Factors inhibiting intestinal calcium absorption: hormones and luminal factors that prevent excessive calcium uptake. J Physiol Sci. 2019;69(5):683–96. https://doi.org/10.1007/s12576-019-00688-3.
4. Rabbani G, Ahn S. Structure, enzymatic activities, glycation and therapeutic potential of human serum albumin: A natural cargo. Int J Biol Macromol. 2019;123:979–90. https://doi.org/10.1016/j.ijbiomac.2018.11.053.
5. Baird GS. Ionized calcium. Clinica Chimica Acta. 2011;412(9–10):696–701. https://doi.org/10.1016/j.cca.2011.01.004.
6. F, Demay M, Kronenberg H. Williams textbook of endocrinology. 17th ed. Philadelpha: Elsevier; 2020. p. 1196–1255.
7. Gardella TJ, Jüppner H. Molecular properties of the PTH/PTHrP receptor. Trends Endocrinol Metab. 2001;12(5):210–7. https://doi.org/10.1016/s1043-2760(01)00409-x.
8. Naot D, Musson D, Cornish J. The activity of peptides of the calcitonin family in bone. Physiol Rev. 2019;99(1):781–805. https://doi.org/10.1152/physrev.00066.2017.
9. Yu ASL, Chertow G, Luyckx V, Marsden P, Skorecki K, Taal M. Brenner & Rector’s the kidney. 11th ed. Philadelphia: Elsevier. p. 1805–37.
10. Berndt T, Kumar R. Novel mechanisms in the regulation of phosphorus homeostasis. Physiology. 2009;24(1):17–25. https://doi.org/10.1152/physiol.00034.2008.
11. Calvo MS, Lamberg-Allardt C. Phosphorus. Adv Nutr. 2015;6(6):860–2. https://doi.org/10.3945/an.115.008516.
12. Rose BD, Post T. Clinical physiology of acid-base and electrolyte disorders. New York: McGraw Hill Professional; 2011.
13. Jüppner H. Phosphate and FGF-23. Kidney Int. 2011;79(Suppl 121):S24–7.
14. Batra J, Buttar R, Kaur P, Kreimerman J, Melamed M. FGF-23 and cardiovascular disease. Curr Opin Endocrinol Diabet Obesity. 2016;23(6):423–9. https://doi.org/10.1097/med.0000000000000294.